TỐI ƯU PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ MẪU NƯỚC BỌT ĐỂ NÂNG CAO ĐỘ NHẠY TRONG CHẨN ĐOÁN BỆNH DỊCH TẢ LỢN CHÂU PHI

Ngày nhận bài: 26-02-2025

Ngày xuất bản: 21-03-2025

DOI: https://doi.org/10.1234/s82tqz04

Lượt xem

5

Download

1

Số: Tập 23 Số 1 (2025)

Chuyên mục:

CHĂN NUÔI – THÚ Y – THỦY SẢN

Cách trích dẫn:

Anh, L. T. H., Thủy, B. L. ., Hằng, Đặng T., An, T. T. M., Khánh, Đàm Q., & Ngân, M. T. (2025). TỐI ƯU PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ MẪU NƯỚC BỌT ĐỂ NÂNG CAO ĐỘ NHẠY TRONG CHẨN ĐOÁN BỆNH DỊCH TẢ LỢN CHÂU PHI. Tạp Chí Khoa học Nông nghiệp Việt Nam, 23(1). https://doi.org/10.1234/s82tqz04

TỐI ƯU PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ MẪU NƯỚC BỌT ĐỂ NÂNG CAO ĐỘ NHẠY TRONG CHẨN ĐOÁN BỆNH DỊCH TẢ LỢN CHÂU PHI

Lê Trần Hoàng Anh 1 , Bùi Lệ Thủy 1 , Đặng Thị Hằng 1 , Trần Thị Mỹ An 1 , Đàm Quốc Khánh 1 , Mai Thị Ngân (*) 2

  • Tác giả liên hệ: mtngan@vnua.edu.vn
  • 1 Khoa Thú y, Học viện Nông nghiệp Việt Nam
  • 2 mtngan@vnua.edu.vn

    • Từ khóa

    ASF, real-time PCR, mẫu nước bọt, phương pháp xử lý

    Tóm tắt


    Dịch tả lợn châu Phi (African swine fever - ASF) là bệnh truyền nhiễm nguy hiểm với tỷ lệ tử vong lên đến 100%. Phương pháp thu thập mẫu nước bọt trong chẩn đoán để giám sát ASF có nhiều ưu điểm nhưng tải lượng virus trong mẫu nước bọt thấp nên ảnh hưởng đến độ nhạy của các phương pháp chẩn đoán. Nghiên cứu này được thực hiện nhằm cải tiến phương pháp xử lý mẫu nước bọt để tăng độ nhạy trong chẩn đoán bệnh. Semi-alkaline proteinase (SAP) và Polyethylene glycol (PEG) đã được sử dụng để xử lý mẫu nước bọt. Tỷ lệ tối ưu về thể tích của dung dịch SAP và PEG so với mẫu nước bọt tương ứng là 1:3 và 1:0,4. Kết quả chẩn đoán ASFV từ mẫu nước bọt sau khi xử lý bằng SAP và PEG cho thấy đã cải thiện độ nhạy của phản ứng realtime PCR, cụ thể từ 12 mẫu thực địa có 7/12 mẫu cho kết quả dương tính sau khi xử lý bằng SAP và PEG, chỉ có 4/12 mẫu dương tính khi không xử lý bằng SAP và PEG. Như vậy, việc ứng dụng phương pháp xử lý mẫu nước bọt đã làm tăng độ nhạy của phương pháp real-time PCR trong chẩn đoán ASF, hứa hẹn là công cụ hỗ trợ hữu ích cho công tác giám sát ASF.

    Tài liệu tham khảo

    Beemer O., Remmenga M., Gustafson L., Johnson K., Hsi D. & Antognoli M.C. (2019). Assessing the value of PCR assays in oral fluid samples for detecting African swine fever, classical swine fever, and foot-and-mouth disease in U.S. swine. PLOS ONE. 14(7): e0219532.

    Czumbel L.M., Kiss S., Farkas N., Mandel I., Hegyi A., Nagy Á., Lohinai Z., Szakács Z., Hegyi P., Steward M.C. & Varga G. (2020). Saliva as a Candidate for COVID-19 Diagnostic Testing: A Meta-Analysis. Front Med (Lausanne). 7: 465.

    Dixon L.K., Chapman D.A., Netherton C.L. & Upton C. (2013). African swine fever virus replication and genomics. Virus Res. 173(1): 3-14.

    Gallardo C., Soler A., Nurmoja I., Cano-Gómez C., Cvetkova S., Frant M., Woźniakowski G., Simón A., Pérez C., Nieto R. & Arias M. (2021). Dynamics of African swine fever virus (ASFV) infection in domestic pigs infected with virulent, moderate virulent and attenuated genotype II ASFV European isolates. Transbound Emerg Dis. 68(5): 2826-2841.

    Goonewardene K.B., Chung C.J., Goolia M., Blakemore L., Fabian A., Mohamed F., Nfon C., Clavijo A., Dodd K. A. & Ambagala A. (2021). Evaluation of oral fluid as an aggregate sample for early detection of African swine fever virus using four independent pen-based experimental studies. Transboundary and Emerging Diseases.

    (5): 2867-2877.

    Gregorio Torres I. (2020). GF-TADs Global Control of African Swine Fever. Presentation at the Webinar on African Swine Fever: An Unprecedented Global Threat - A Challenge to Livelihoods, Food Security and Biodiversity. Call for action. Retrieved from http://www.gf-tads.org/events/ events-detail/en/c/1152886/ on Aug 20, 2024.

    Hata A., Hara-Yamamura H., Meuchi Y., Imai S. & Honda R. (2021). Detection of SARS-CoV-2 in wastewater in Japan during a Covid-19 outbreak. Sci Total Environ. 758: 143578.

    Nguyễn Hưởng (2024). Tiêm vắc-xin phòng dịch tả lợn châu Phi đạt thấp, vì sao? Truy cập từ https://baobacgiang.vn/tiem-vac-xin-phong-dich-ta-lon-chau-phi-dat-thap-vi-sao-073127.bbg ngày 20/08/2024.

    Joseph Chung C., Remmenga D.M., Mielke R.S., Branan M., Daniel Mihalca A., Balmos O.-M., Adrian Balaban Oglan D., Supeanu A. & Farkas A. (2024). Evaluation of Aggregate Oral Fluids for African Swine Fever Real-Time PCR Diagnostics Using Samples Collected on Romanian Farms with an Active Outbreak. Transboundary and Emerging Diseases. (1): 9142883.

    Kumar M., Patel A. K., Shah A. V., Raval J., Rajpara N., Joshi M. & Joshi C.G. (2020). First proof of the capability of wastewater surveillance for COVID-19 in India through detection of genetic material of SARS-CoV-2. Sci Total Environ. 746: 141326.

    Le V.P., Jeong D.G., Yoon S.W., Kwon H.M., Trinh T.B.N., Nguyen T.L., Bui T.T.N., Oh J., Kim J.B., Cheong K. M., Van Tuyen N., Bae E., Vu T.T.H., Yeom M., Na W. & Song D. (2019). Outbreak of African Swine Fever, Vietnam, 2019. Emerg Infect Dis. 25(7): 1433-1435.

    Martínez-Miró S., Tecles F., Ramón M., Escribano D., Hernández F., Madrid J., Orengo J., Martínez-Subiela S., Manteca X. & Cerón J.J. (2016). Causes, consequences and biomarkers of stress in swine: an update. BMC Vet Res. 12(1): 171.

    Nguyen-Thi T., Pham-Thi-Ngoc L., Nguyen-Ngoc Q., Dang-Xuan S., Lee H. S., Nguyen-Viet H., Padungtod P., Nguyen-Thu T., Nguyen-Thi T., Tran-Cong T. & Rich K.M. (2021). An Assessment of the Economic Impacts of the 2019 African Swine Fever Outbreaks in Vietnam. Front Vet Sci. 8: 686038.

    Saitoh H. & Yamane N. (1999). Evaluation of a fully automated mycobacteria culture system, MB/BacT using a newly developed digestion-decontamination procedure, semi-alkaline protease-N-acetyl-L-cysteine-NaOH (SAP-NALC-NaOH) method. Rinsho Biseibutshu Jinsoku Shindan Kenkyukai Shi. 10(2): 103-10.

    Sakashita K., Takeuchi R., Takeda K., Takamori M., Ito K., Igarashi Y., Hayashi E., Iguchi M., Ono M., Kashiyama T., Tachibana M., Miyakoshi J., Yano K., Sato Y., Yamamoto M., Murata K., Wada A., Chikamatsu K., Aono A., Takaki A., Nagai H., Yamane A., Kawashima M., Komatsu M., Nakaishi K., Watabe S. & Mitarai S. (2020). Ultrasensitive enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of MPT64 secretory antigen to evaluate Mycobacterium tuberculosis viability in sputum. International Journal of Infectious Diseases. 96: 244-253.

    Tignon M., Gallardo C., Iscaro C., Hutet E., Van Der Stede Y., Kolbasov D., De Mia G. M., Le Potier M. F., Bishop R. P., Arias M. & Koenen F. (2011). Development and inter-laboratory validation study of an improved new real-time PCR assay with internal control for detection and laboratory diagnosis of African swine fever virus. J Virol Methods. 178(1-2): 161-70.

    Torii S., Furumai H. & Katayama H. (2021). Applicability of polyethylene glycol precipitation followed by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction for the detection of SARS-CoV-2 RNA from municipal wastewater. Sci Total Environ. 756: 143067.

    Patricia Del Vigna de Almeida, Ana Maria Trindade Grégio, Maria Angela Naval Machado, Antonio Adilson Soares de Lima, Luciana Reis Azevedo (2008). Saliva composition and functions: a comprehensive review. J Contemp Dent Pract. 9(3): 72-80.

    Wang W.-H., Takeuchi R., Jain S.-H., Jiang Y.-H., Watanuki S., Ohtaki Y., Nakaishi K., Watabe S., Lu P.-L. & Ito E. (2020). A novel, rapid (within hours) culture-free diagnostic method for detecting live Mycobacterium tuberculosis with high sensitivity. EBioMedicine. 60: 103007.

    Wu F., Zhang J., Xiao A., Gu X., Lee W. L., Armas F., Kauffman K., Hanage W., Matus M., Ghaeli N., Endo N., Duvallet C., Poyet M., Moniz K., Washburne A. D., Erickson T. B., Chai P. R., Thompson J. & Alm E. J. (2020). SARS-CoV-2 Titers in Wastewater Are Higher than Expected from Clinically Confirmed Cases. mSystems. 5(4).

    Yamazaki W., Matsumura Y., Thongchankaew-Seo U., Yamazaki Y. & Nagao M. (2021). Development of a point-of-care test to detect SARS-CoV-2 from saliva which combines a simple RNA extraction method with colorimetric reverse transcription loop-mediated isothermal amplification detection. J Clin Virol. 136: 104760.

    Yamazaki Y., Thongchankaew-Seo U. & Yamazaki W. (2022). Very low likelihood that cultivated oysters are a vehicle for SARS-CoV-2: 2021-2022 seasonal survey at supermarkets in Kyoto, Japan. Heliyon. 8(10): e10864.