ĐỊNH DANH VÀ ĐÁNH GIÁ ĐẶC ĐIỂM DI TRUYỀN CỦA Taenia taeniaeformis KÝ SINH Ở MÈO

Ngày nhận bài: 04-04-2026

Ngày duyệt đăng: 30-07-2026

Ngày xuất bản: 26-10-2026

DOI: https://doi.org/10.31817/tckhnnvn.2026.24.SP01.03

Lượt xem

3

Download

8

Số: Tập 24 Số đặc biệt 1 (2026): Tạp chí Khoa học Nông nghiệp Việt Nam

Chuyên mục:

CHĂN NUÔI – THÚ Y – THỦY SẢN

Cách trích dẫn:

Yến, N., Phương, N., Chiên, N., Hiếu, D., & Thanh, T. (2026). ĐỊNH DANH VÀ ĐÁNH GIÁ ĐẶC ĐIỂM DI TRUYỀN CỦA Taenia taeniaeformis KÝ SINH Ở MÈO. Tạp Chí Khoa học Nông nghiệp Việt Nam, 24(đặc biệt 1), 20–31. https://doi.org/10.31817/tckhnnvn.2026.24.SP01.03

ĐỊNH DANH VÀ ĐÁNH GIÁ ĐẶC ĐIỂM DI TRUYỀN CỦA Taenia taeniaeformis KÝ SINH Ở MÈO

Nguyễn Thị Hoàng Yến (*) 1 , Nguyễn Văn Phương 1 , Nguyễn Thị Hồng Chiên 1 , Dương Đức Hiếu 1 , Trần Hải Thanh 1

  • Tác giả liên hệ: [email protected]
  • 1 Khoa Thú y, Học viện Nông nghiệp Việt Nam

    • Từ khóa

    cox1, mèo, haplotype, nad1, Taenia taeniaeformis

    Tóm tắt


    Taenia taeniaeformis là loài sán dây phổ biến ký sinh ở mèo, có đặc điểm hình thái đặc trưng của giống là biến thiên về số lượng móc đỉnh. Nghiên cứu được thực hiện nhằm định danh và đánh giá đa dạng di truyền nội loài của T. taeniaeformis ở mèo nhà dựa trên hai chỉ thị ty thể cox1 và nad1. Chín mẫu sán dây trưởng thành có số lượng móc đỉnh từ 32-48 được phân tích bằng kỹ thuật PCR và giải trình tự. Kết quả cho thấy các trình tự thu được có độ tương đồng nucleotide rất cao với các trình tự tham chiếu trên GenBank, đạt 99,53% đối với cox1 và 99,78% đối với nad1, xác nhận các mẫu thuộc loài T. taeniaeformis. Phân tích di truyền cho thấy gen nad1 có mức biến dị cao hơn cox1, thể hiện qua giá trị đa dạng nucleotide cao hơn ( = 0,066 so với 0,017), cho thấy tiềm năng cung cấp độ phân giải tốt hơn trong phân tích cấu trúc quần thể và quan hệ phát sinh loài. Kết quả cũng cho thấy sự đa dạng di truyền của T. taeniaeformis không hoàn toàn phụ thuộc vào sự khác biệt về số lượng móc đỉnh. Nghiên cứu bổ sung dữ liệu phân tử quan trọng về T. taeniaeformis ở mèo tại Việt Nam.

    Tài liệu tham khảo

    Addy F., Abubakari A.R. & Mohammed A.F. (2024). First molecular characterisation of Hydatigera taeniaeformis (Cestoda: Taeniidae) from Rattus rattus in urban market centres from Tamale, Ghana. BMC Veterinary Research. 20: 441.

    Al-Jashamy K. & Islam M.N. (2007). Morphological study of Taenia taeniaeformis scolex under scanning electron microscopy using hexamethyldislazane. Annals of Microscopy. 7: 80-83.

    Alvi M.A., Alshammari A., Ali R. M.A., Rashid I., Saqib M., Qamar W., Shafeeq M., Askar H., Abdelsater N., Li L., Ashfaq K., Butt A.A., Fu B.Q., Yan H.B. & Jia W.Z. (2023). Molecular characterization of Hydatigera taeniaeformis recovered from rats: An update from Pakistan. Pakistan Veterinary Journal. 43(3): 601-605.

    Alvi M.A., Li L., Ohiolei J.A,. Ohiolei J.A., Qamar W., Saqib M., Tayyab M.H., Altaf J., Ashfaq K., Hassan A., Jamal M., Wahab A., Alvi A.A., Usman M., Bajwa M.R.K., Fu B.Q., Yan H.B. & Jia W.Z. (2021). Hydatigera taeniaeformis in urban rats (Rattus rattus) in Faisalabad, Pakistan. Infection. Genetics and Evolution. 92: 104873.

    Azuma H., Okamoto M., Oku Y. & Kamiya M. (1995). Intraspecific variation of Taenia taeniaeformis as determined by various criteria. Parasitology Research. 81: 103-108.

    Bandelt H., Forster P. & Röhl A. (1999). Median-joining networks for inferring intraspecific phylogenies. Molecular Biology and Evolution. 16(1): 37-48.

    Batsch A.J.G.C. (1786). Naturgeschichte der Bandwurmgattung überhaupt und ihrer 875 Arten insbesondere, nach den neuern Beobachtungen in einem systematischen 876 Auszuge. Johann Jacob Gebauer, Halle.

    Bowles J., Blair D. & McManus D.P. (1992). Genetic variants within the genus Echinococcus identified by mitochondrial DNA sequencing. Molecular and Biochemical Parasitology. 54 (2): 165-73.

    Bustin S.A., Benes V., Garson J.A., Hellemans J., Heggett J., Kubista M., Mueller R., Nolan T., Pfaffl M.W., Shipley G.L., Vandesompele J. & Wittwer C.T. (2009). The MIQE Guidelines: Minimum Information for Publication of Quantitative Real-Time PCR Experiments. Clinical Chemistry. 55(4): 611-622.

    Burkardt H.J. (2000). STandardization and quality control of PCR analyses. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 38(2): 87-91.

    Ekanayake S., Warnasuriya N.D., Samarakoon P.S., Abewickrama H., Kuruppuarachchi N.D. & Dissanaike A.S. (1999). An unusual 'infection' of a child in Sri Lanka, with Taenia taeniaeformis of the cat. Annals of Tropical Medicine Parasitology. 93(8): 869-873.

    Fan P., Fjeldså J., Liu X., Dong Y., Chang Y., Qu Y., Song G. & Lei F. (2021). An approach for estimating haplotype diversity from sequences with unequal lengths. Methods in Ecology and Evolution. 12(9): 1658-1667.

    Fuehrer H.P., Siehs C., Schneider R. & Auer H. (2012). Morphometrical analysis of Taenia taeniaeformis and Taenia crassiceps in the common vole (Microtus arvalis) and the water vole (Arvicola terrestris) in Vorarlberg, Austria. Helminthologia. 49(3): 169-173.

    Gasser R.B. (2006). Molecular tools-advances, opportunities and prospects. Veterinary Parasitology. 36: 69-89.

    Gasser R.B., Zhu X. & McManus D.P. (1999). NADH dehydrogenase subunit 1 and cytochrome c oxidase subunit I sequences compared for members of the genus Taenia (Cestoda). International Journal of Parasitoly. 29: 1965-70.

    Garin G.F.J., Galán-Puchades T.G., Moulignier A., Robert G., Herán F., Polivka M., Olson P.D., Lorenzo F., Derouin F. & Conn D.B. (2005). Case Report: Human brain abscess due to a tetra-acetabulate plerocercoid metacestode (Cyclophyliidea). American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 72(5): 513-517.

    Gomez-Puerta L.A., Vargas-Calla A., Garcia-Leandro M., Jara-Vila J., Rojas-Anticona W., Pacheco J.I., Angulo-Tisoc J.M., Silva W. & Gonzalez A.E. (2021). Identification of wild rodents as intermediate hosts for Hydatigera taeniaeformis in Peru. Parasitology Research. 122: 1915-21.

    Gupta N., Gupta D.K., Kumar S. & Gupta V. (2021). Scanning electron microscopy of Cysticercus fasciolaris (larval Taenia taeniaeformis Batsch, 1786) from the wild rat, Rattus rattus Linnaeus, 1758, morpho-physiology and risk to human health. Annals Parasitology. 67(1): 31-38.

    Ibrahim M.S.N. (2020). A study on parasite fauna of rats and shrews caught at three wet markets in Kuala Terengganu, Malaysia. International Journal of National Sciences. 4(1): 1-13.

    Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C. & Tamura K. (2018). Mega X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Molecular Biology and Evolution. 35(6): 1547-1549.

    Lavikainen A., Iwaki T., Haukisalmi V., Konyaev S.V., Casiraghi M., Dokuchaev N.E., Galimberti A., Halajian A., Henttonen H., Ichikawa-Seki M., Itagaki T., Krivopalov A.V., Meri S., Morand S., Näreaho A., Olsson G.E., Ribas A., Terefe Y., Nakao M. (2016). Reappraisal of Hydatigera taeniaeformis (Batsch, 1786) (Cestoda: 4 Taeniidae) sensu lato with description of Hydatigera kamiyai n. sp. International Journal for Parasitology. 46(5-6): 361-74.

    Lignon J.S., dos Santos T.S., Meireles G.R., Martins K.R., Zoia W.A., Soares M.P., Fadrique F.H.C, Cunha R.C., Monteiro S.G., Pappen F.G., Pinto D.M. & Bruhn F.R.P. (2024). First record of Hydatigera taeniaeformis in Geoffroy's cat (Leopardus geoffroyi) in Brazil. Veterinary Parasitology: Regional Studies and Reports. 24: 101100.

    Liu G.H., Lin R.O., Li M.W., Liu W, Liu Y., Yuan Z.G., Song H.Q., Zhao G.H., Zhang K.X. & Zhu X.Q. (2011). The complete mitochondrial genomes of three cestode species of Taenia infecting animals and humans. Molecular Biology Reports. 38: 2249-56.

    Loos-Frank B. & Zeyhle E. (1982). The intestinal helminths of the red fox and some other carnivores in southwest Germany. Zeitschrift fur Parasitenkunde. 67(1): 99-113.

    Malsawmtluangi C., Prasad P.K., Biswal D.K. & Tandon V. (2011). Morphological and molecular identification of the metacestode parasitizing the liver of rodent hosts in bamboo growing areas of mizoram, northeast India. Biomedical Informatics. 7(8): 393-399.

    Matoba Y., Asano M., Yagi K. & Asakawa M. (2003). Detection of a taeniid species Taenia taeniaformis from a feral racoon Pryocyon lotor and its epidemiological significance. Mammal Study. 28: 157-160.

    Nguyen Y.T.H., Phuong N.V., Hieu D.D. & Chien N.T.H. (2025). Morphological characteristics and molecular identification of Cestode: Taenia taeniaformis in domestic cats in Vietnam. International Journal of Veterinary Science. 14(5): 929-935.

    Nguyen Y.T.H., Wang Z.Z., Maruyama H., Horii Y., Nonaka N. & Yoshida A. (2016). Evaluation of realtime PCR assay for the detection of Ascaris suum contamination in meat and organ meats. Journal of Food Safety. 37: 1-6.

    Pfeiffer F., Kuschfeldt S. & Stoye M. (1997). Helminth fauna of the red fox (Vulpes vulpes Linne 1758) in south Sachsen-Anhalt--1: Cestodes. Deutsche tierärztliche Wochenschrift. 104(10): 445-448.

    Rojas A.C., Bonacic C., Salgado R., Peters L., Fredes D., Rubio A.V., Muñoz-Leal S., Oyarzún-Ruiz P. & Aguirre A.A. (2024). Genetic and biological insights into Hydatigera taeniaeformis in invasive black rats from southern Chile. Frontier in Veterinary Science. 11: 1466409.

    Romig T., Ebi D. & Wassermann M. (2015). Taxonomy and molecular epidemiology of Echinococcus granulosus sensu lato. Veterinary Parasitology. 213: 76-84.

    Rostami S., Salavati R., Beech R. N., Babaei1 Z., Sharbatkhori M., Baneshi M. R., Hajialilo E., Shad H. & Harandi M.F. (2013a). Molecular and morphological characterization of the tapeworm Taenia hydatigena in sheep from Iran. Journal of Helminthology. 89(2): 150-157.

    Rostami S., Beech R.N., Salavati R., Baneshi M.R., Kamyabi H. & Harandi M.F. (2013b). Morphometric analysis of Larval rostellar hooks in Taenia multiceps of sheep in Iran and its association with mitochondrial gene variability. Iranian Journal of Parasitology. 8(4): 579-585.

    Rozas J., Ferrer-Mata A., Sánchez-Del Barrio J.C., Guirao-Rico S., Librado P., Ramos-Onsins S. E. & Sánchez-Gracia A. (2017). DnaSP 6: DNA sequence polymorphism analysis of large data sets. Molecular Biology and Evolution. 34(12): 3299-3302.

    Sarvi S., Behrestaghi L.E., AlizadehA., Hosseini S.A., Gohardieh S., Bastani R., Charati J.Y., Daryani A., Amouei A., Spotin A., Gholami S. (2019). Morphometric, genetic diversity and phylogenetic analysis of Taenia hydatigena larval stage in Iranian livestock. Cambridge University Press.

    Schuster R.K., Specht P. & Rieger S. (2021). On the helminth fauna of the muskrat (Ondatra zibethicus (Linnaeus, 1766)) in the Barnim district of Brandenburg STate/Germany. Animals. 11: 2444.

    Šterba J., Blažek K. & Baruš V. (1977). Contribution to the pathology of strobilocercosis (Strobilocercus fasciolaris) in the liver of man and some animals. Folia Parasitology. 24: 41-46.

    Wierzbowska I.A., Korna´s S., Piontek A.M. & Rola K. (2020). The Prevalence of Endoparasites of Free Ranging Cats (Felis catus) from Urban Habitats in Southern Poland. Animals 10: 748.

    Yamamoto A., Perison P.W.D., Ahmad I.A., Awosolu O., Hsieh T.C., Him N.A.I.I.N., Haziqah F. & Termizi M. (2024). Occurrence and morphological characteristics of Cysticercus fasciolaris in wild rodents from Penang, Malaysia. Malays. Journal of Microscopy. 20(1): 12-23.

    Yanagida T., Mohammadzadeh T., Kamhawi S., Nakao M, Sadjjadi S.M., Hijjawi N., Abdel-Hafez S.K., Sako Y., Okamoto M. & Ito A. (2012). Genetic polymorphisms of Echinococcus granulosus sensu stricto in the Middle East. Parasitology International. 61: 599-603.

    Younis A.E., Saad A.I., El-Akhal I.R.M. & Saleh N.M.K. (2021). A parasitological survey of zoonotic cestodes carried by house rats in Aswan, Egypt, reveals cryptic diversity at the molecular level. Veterinary World. 14(8): 2160-2169.