KHẢ NĂNG TẠO CÂY TỪ PHÔI VÔ TÍNH VÀ BƯỚC ĐẦU ÁP DỤNG KỸ THUẬT GIÂM CÀNH EX VITRO TRONG NHÂN GIỐNG CÂY TIÊU (Piper nigrum L.)

Ngày nhận bài: 25-07-2014

Ngày duyệt đăng: 20-09-2014

Ngày xuất bản: 06-08-2025

DOI: https://doi.org/10.31817/tckhnnvn.2014.12.7.

Lượt xem

0

Download

0

Số: Tập 12 Số 7 (2014)

Chuyên mục:

KỸ THUẬT VÀ CÔNG NGHỆ

Cách trích dẫn:

Trầm, T., Hân, H., Linh, N., Cường, H., Chiến, H., Tôn, L., & Nhựt, D. (2025). KHẢ NĂNG TẠO CÂY TỪ PHÔI VÔ TÍNH VÀ BƯỚC ĐẦU ÁP DỤNG KỸ THUẬT GIÂM CÀNH EX VITRO TRONG NHÂN GIỐNG CÂY TIÊU (Piper nigrum L.). Tạp Chí Khoa học Nông nghiệp Việt Nam, 12(7), 988–995. https://doi.org/10.31817/tckhnnvn.2014.12.7.

KHẢ NĂNG TẠO CÂY TỪ PHÔI VÔ TÍNH VÀ BƯỚC ĐẦU ÁP DỤNG KỸ THUẬT GIÂM CÀNH EX VITRO TRONG NHÂN GIỐNG CÂY TIÊU (Piper nigrum L.)

Tô Thị Nhã Trầm 1 , Hồ Ngọc Hân 2, 3 , Nguyễn Thị Kim Linh 2, 3 , Hoàng Văn Cường 2, 3 , Hoàng Xuân Chiến 2, 3 , Lê Đình Tôn 2, 3 , Dương Tấn Nhựt (*) 4

  • Tác giả liên hệ: [email protected]
  • 1 c
  • 2 Trường Đại học Nông lâm Thành phố Hồ Chí Minh
  • 3 Viện Nghiên cứu Khoa học Tây Nguyên, Viện Hàn lâm Khoa học và Công nghệ Việt Nam
  • 4 [email protected]

    • Từ khóa

    BA, giâm cành, Piper nigium L., sự phát sinh phôi, TDZ

    Tóm tắt


    Với mục đích tạo cây tiêu sạch bệnh, cung cấp nguồn giống khỏe mạnh cho người dân trồng tiêu, chúng tôi đã áp dụng các kỹ thuật tạo phôi vô tính và giâm cành ex vitro trong nhân giống cây tiêu, bước đầu xây dựng quy trình tạo cây tiêu sạch virus. Kết quả thu được cho thấy môi trường MS có bổ sung 0,05 mg/l TDZ kết hợp với 1,0 mg/l IBA cho tỉ lệ tạo phôi cao nhất (73,2%) và môi trường MS có bổ sung 3 mg/l BA cho tỉ lệ tạo chồi cao nhất (66,7%)từ mô sẹo lá tiêu sau 60 và 28 ngày nuôi cấy, theo thứ tự. Đối với cành giâm từ cây ex vitro,chế độ tưới nước 6 lần/ngày cho khả năng tạo rễ tốt nhất. Ở giai đoạn vườn ươm, cây tiêu giâm cành được phun sương 3 lần/ngày có tỉ lệ sống và sinh trưởng tốt nhất.

    Tài liệu tham khảo

    Benelli C., Fabbri A., Grassi S., Lambardi M. and Rugini E. (2001). Histology of somatic embryogenesis in mature tissue of olive (Olea europaea L.). J. Hort. Sci. Biot., 76: 112-119.

    Bhat S.P., Chandel K.P.S. and Malik S.K. (1995). Plant regeneration from various explants of cultivated piper species. Plant Cell Rep., 14: 398-402.

    Duncan D.B. (1995) Multipe range and multiple F test. Biometrics 11: 1-42.

    Fuentes S.R.L., Calheiros M.B.P., Manetti-Filho J. and Vieira L.G.E. (2000). The effects of silver nitrate and different carbohydrate sources on somatic embryogenesis in Coffea canephora. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 60: 5-13.

    Gairi A. and Rashid A. (2004). TDZ-induced somatic embryogenesis in non-responsive caryopses of rice using a short treatment with 2,4-D. Plant Cell Tiss Org. Cult., 76: 29-33.

    Gill R. and Saxena P.K. (1993). Somatic embryogenesis in Nicotiana tabacum L.: Induction by TDZ of direct embryo differentiation from cultured leaf discs. Plant Cell Rep., 12: 154-159.

    Gill R., Gerrath J.M. and Saxena P.K. (1993). High-frequency direct somatic embryogenesis in thin layer cultures of hybrid seed geranium (Pelargonium x hortorum). Can. J. Bot., 71: 408-413.

    Gumerova E.A., Galeeva E.I., Chuyenkova S.A. and Rumyantseva N.I. (2003). Somatic embryogenesis and bud formation on cultured Fagopyrum esculentum hypocotyls. Russian J. Plant Physiol., 50: 640-645.

    Joseph B., Joseph D. and Philip V.J. (1996). Plant regeneration from somatic embryos in black pepper. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 47:87-90.

    Kharwar K,M. (2003) Effects of thidiazuron on shoot regeneration from different explants of Lentil (Lens culinaris Medik.) via organogenesis. Turk. J. Bot., 28:421-426.

    Kintzios S., Sereti E., Bluchos P., Drossopoulos J.B., Kitsaki C.K. and Liopa-Tsakalidis A. (2002). Growth regulator pretreatment improves somatic embryogenesis from leaves of squash (Cucurbita pepo L.) and melon (Cucumis melo L.). Plant Cell Rep., 21: 1-8.

    Litz R.E. and Gray D.J. (1995). Somatic embryogenesis for agricultural improvement. World J. Microbiol. Biotechnol., 11: 416-425.

    Murashige T. and Skoog F. (1962). Arevised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant, 15: 473-479.

    Murthy B.N.S., Murch S.J. and Saxena P.K. (1995). Thidiazuron-induced somatic embryogenesis in intact seedlings of peanut (Arachis hypogaea): Endogenous growth regulator levels and significance of cotyledons. Plant Physiol., 94: 268-276.

    Nair R.R. and Gupta S.D. (2006). High-frequency plant regeneration through cyclic secondary somatic embryogenesis in black pepper (Piper nigrum L.). Plant Cell Rep., 24: 699-707.

    Philip V.J., Joseph D., Triggs G.S. and Dickinson N.M. (1992). Micropropagation of black pepper (Piper nigrum Linn) through shoot tip cultures. Plant Cell Rep., 12: 41-44.

    Umehara M. and Kamada H. (2005). Development of the embryo proper and the suspensor during plant embryogenesis. Plant Biot., 22: 253-260.

    Visser C., Qureshi J.A., Gill R. and Saxena P.K. (1992). Morpho-regulatory role of thidiazuron substitution of auxin and cytokinin requirement for the induction of somatic embryogenesis in Geranium hypocotyl cultures. Plant Physiol., 99: 1704-1707.

    Wang Y.H. and Bhalla P.L. (2004). Somatic embryogenesis from leaf explants of Australian fan flower, Scaevola aemula R. Br. Plant Cell Rep., 22: 408-414.